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Dernière mise à jour : Mai 2018

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Laboratoire des Interactions Plantes-Microorganismes - LIPM

Laboratoire des Interactions Plantes-Microorganismes

Thèmes de recherche - Infection endosymbiotique et développement nodulaire

(I) Signalisation microbienne et dynamique cellulaire de la plante hôte associées à l’infection endosymbiotique

Chez la légumineuse modèle M. truncatula, la pénétration racinaire des rhizobia et des champignons AM est caractérisée par la formation d’un compartiment spécialisé à l’intérieur de la cellule végétale, à travers lequel les microbes atteignent les tissus racinaires plus profonds afin d’établir les symbioses respectives. Notre équipe a mis en place des approches d’imagerie cellulaire confocale sur des racines de M. truncatula en cours d’infection, afin d’étudier la dynamique cellulaire in vivo de ce processus particulier d’infection apoplastique (Genre et al., 2008; Fournier et al., 2008). Par exemple, des protéines fluorescentes sont utilisées pour suivre le remodelage des parois végétales et de la matrice extracellulaire à différentes étapes de l’infection des poils absorbants par les rhizobia (Fournier et al., 2015). De plus, des sondes calciques fluorescentes (cameleons) permettent la visualisation en direct des réponses calciques cellulaires de la plante hôte à des signaux rhizobiens ou mycorhiziens, et ainsi l’étude de la communication entre la plante et le microsymbiote au cours du processus d’infection (Sieberer et al., 2009; Chabaud et al., 2011). Ces approches ont permis l’identification de nouveaux signaux mycorhiziens : les oligomères de chitine à chaîne courte (Genre et al. 2013), dont l’activité et/ou le rôle sont maintenant étudiés chez différentes espèces non-légumineuses telles que le riz ou les plantes actinorhiziennes. Nous avons aussi découvert que les réponses cellulaires et calciques associées à l’infection, étaient étonnamment ressemblantes entre les deux symbioses rhizobienne et AM  (Sieberer et al., 2012), soulignant la conservation au cours de l’évolution de ces mécanismes d’infection endosymbiotique. Finalement, en collaboration avec des collègues de l’IRD, ces approches sont menées actuellement chez des plantes actinorhiziennes, notamment Casuarina glauca. Ces plantes d’une grande importance écologique, établissent des symbioses avec les champignons AM et aussi avec des bactéries filamenteuses du sol, fixatrices d’azote, du genre Frankia. L’utilisation des sondes calciques cameleon chez C. glauca a révélé que des signaux symbiotiques produits par Frankia sont distincts au niveau biochimique des signaux à base de chitine secrétés par les rhizobia et les champignons AM (Chabaud et al., 2016).

Responsables du projet : M. Chabaud, J. Fournier & D.G. Barker

Collaborations : A. Genre & P. Bonfante (Univ. Torino, Italy); E. Limpens & coll. (Univ. Wageningen, Holland); S. Svistoonoff, H. Gherbi & coll. (IRD, Montpellier); G. Bécard & coll. (LRSV, Toulouse); J. Murray & coll. (JIC, Norwich, UK); T. Nakagawa, N. Shibuya & coll. (Univ. Meiji, Japan); A. Jauneau & coll., FRAIB imaging platform, Toulouse.

Financement du projet : ANR SYMDYNAMICS (2009-2011; coordinateur: D.G. Barker), ANR SYMActino (2013-2017; coordinateurs: H. Gherbi & D.G. Barker)

(II) Régulation tissu-spécifique de la reprogrammation de l’hôte pour l’infection endosymbiotique

Les premières étapes de l’association symbiotique fixatrice d’azote légumineuses-rhizobium impliquent une signalisation et reprogrammation précise de l’hôte pour permettre l’hébergement intracellulaire du partenaire bactérien dans des nodules nouvellement formés. Nous nous sommes focalisés sur ​​la compréhension de la façon dont la plante hôte reprogramme et régule l'expression des gènes au cours des premières étapes de l'entrée des rhizobia dans la racine de leur hôte, en utilisant la légumineuse modèle M. truncatula. Après avoir défini des séquences cis-régulatrices de promoteurs de gènes de l’hôte régulées par des signaux bactériens (les facteurs Nod), nous avons identifié des facteurs de transcription ERF apparentés (de type ERN) comme des régulateurs clés de l'expression de ces gènes symbiotiques (Andriankaja et al., 2007). Nous avons par la suite étudié l'interconnexion de ces facteurs avec d'autres régulateurs symbiotiques (voir Laloum et al., 2014 dans la section III et Vernié et al., 2015) et démontré par des approches génétiques leurs rôles clés pour coordonner les premières étapes de la symbiose rhizobienne racinaire (Cerri et al., 2016). Ces études ont aussi révélé que la redondance fonctionnelle et la régulation tissu-spécifique de leur expression sont des aspects essentiels liés au fonctionnement de ces facteurs (Cerri et al., 2012). Grâce à la mise en œuvre d’un certain nombre de constructions fluorescentes, nous avons également pu suivre la dynamique in vivo de ces régulateurs ainsi que d’autres composants clés de la signalisation symbiotique, et ainsi démontrer qu’une régulation spatio-temporelle précise de ces différents acteurs a lieu durant l’infection rhizobienne (Cerri et al., 2012 ; Fournier et al., 2015). Nous nous concentrons maintenant sur la compréhension de cette reprogrammation avec une résolution spatio-temporelle, en utilisant une variété de stratégies moléculaires et d’imagerie complémentaires.

Responsable du projet : F. de Carvalho-Niebel (CR CNRS)

Membres de l'équipe directement impliqués : A. Kelner (PhD), L. Frances (TR INRA), F. Guerrero-Molina (Post-doc), M. Beck (Post-doc), J. Fournier (CR CNRS).

Collaborations : G. Oldroyd, J. Murray, JIC, Norwich (UK); M. Parniske, LMU, Munich (Germany), C. Mazars (LRSV, Toulouse), S. Svistoonoff (IRD, Montpellier), F. Maillet et C. Gough (LIPM), Plateforme d'imagerie de la FRAIB (Toulouse).

Financement du projet : ANR « COME-IN» project (2015-2019), FRAIB; INRA-CNRS, LABEX TULIP, Agrenskills

(III)  Facteurs de transcription NF-Ys : régulateurs clés de l'infection et du développement nodulaire

NF-YA1 (précédemment appelé MtHAP2a) a été identifié dans notre groupe comme un gène fortement et spécifiquement régulé à la hausse au cours du développement nodulaire chez M. truncatula (El Yahyaoui et al., 2004; Combier et al., 2006). Ce gène appartient à la famille de facteurs de transcription appelés NF-Y (facteur nucléaire Y) ou CCAAT-box binding,  comprenant des hétérotrimères de sous-unités NF-YA, B et C (pour revue voir Laloum et al. 2013). NF-YA est régulé positivement dès les premières heures suivant l'inoculation rhizobienne, est fortement exprimé dans les jeunes nodules en développement et dans les zones d’infection et méristématique de nodules matures. Des analyses fonctionnelles ont montré que MtNF-YA1 est d'abord nécessaire pendant les premières étapes de signalisation Facteur Nod et de l'infection rhizobienne précédant la formation du nodule, en ciblant le facteur de transcription ERN1 (montré par transactivation et immunoprécipitation de la chromatine) mais aussi pour le développement nodulaire (Combier et al. , 2006, Laporte et al. , 2013). Une approche de type ‘fate map’ développée en collaboration avec l'équipe de Ton Bisseling à Wageningen en Hollande et utilisant le mutant nul nf-ya1-1 a en outre validé l'importance de NF-YA1 pour le développement et la fonction du méristème nodulaire (Xiao et al., 2014). Des études sont actuellement menées pour comprendre le(s) mécanisme(s) précis par le(s)quel(s) NF-Y régule la progression du cordon d'infection rhizobien et le développement nodulaire, par l'identification et la caractérisation des protéines interagissant avec les complexes de transcription impliquant NF-YA1 et l’identification des cibles régulées. De plus, dans les systèmes animaux, NF-Y a été rapporté comme un facteur de transcription "pionnier" capable de modifier localement la structure de la chromatine. Nous sommes en train de tester le potentiel épigénétique de MtNF-YA1 en utilisant les méthodes de ChIP-Seq , ATAC-Seq ainsi que des expériences ‘MNase’ en collaboration avec Moussa Benhamed (IPS2, Orsay, France).

Responsable du projet : A. Niebel

Collaborations : LIPM CBI platform; Martin Crespi, Florian Frugier et Moussa Benhamed, IPS2, Orsay, France; F. Blanco & E. Zanetti, University of La Plata, et Federico Ariel, University of Santa Fe, Argentina; D. Cook, UC Davis, USA; Estibaliz Larrainzar University of Navarra, Pamplona, Spain; Jeremy Murray, JIC Norwich, U.K.; M. Udvardi, Noble foundation, Ardmore, USA; M. Parniske, LMU, Munich;  S. Goormachtig, VIB, Gent, Belgium; T. Bisseling, U. Wageningen, Netherlands; Roberto Mantovani at University of Milan, Italy.

Financement du projet : ANR HAPIHUB (2009-2013; coordinateur: Andreas Niebel), CNRS-CONICET PICS projet en collaboration avec Eugenia Zanetti (La Plata, Argentina) (2015-2017) et ANR NODCCAAT (2016-2019) coordinateur: Andreas Niebel.

(IV) Contrôle de la différentiation nodulaire

Un processus clef du développement nodulaire est une transition développementale marquée par une différentiation coordonnée des cellules végétales et bactériennes. Cette étape est critique pour générer l’environnement cellulaire requis pour la fixation symbiotique de l’azote. Elle implique une reprogrammation massive de l’expression génique, avec des milliers de gènes affectés en vagues successives. Nous nous intéressons à la manière dont ces étapes tardives du développement nodulaire sont régulées, en nous appuyant aussi bien sur des approches globales à l’échelle du génome que sur des analyses fonctionnelles approfondies de régulateurs transcriptionnels particuliers.

Les nodules formés chez M. truncatula et les légumineuses apparentées sont dits indéterminés et se forment à partir d’un méristème apical. Les tissus sous-jacents montrent une zonation spatiale qui correspond à des stades développementaux successifs, conduisant au final à la zone de fixation de l’azote. Dans le cadre d’un projet collaboratif impliquant toutes les équipes symbiose du LIPM (projet ANR “SYMbiMICS”), notre équipe a mis en place une approche très fructueuse couplant microdissection laser (MDL) de différentes zones nodulaires et analyse RNAseq simultanée des transcriptomes bactériens et végétaux (Sallet et al., 2013; Roux et al., The Plant J. 2014; https://iant.toulouse.inra.fr/symbimics). Cela a fourni une ressource particulièrement riche pour explorer la dynamique de l’expression génique au sein du nodule et identifier de nouveaux régulateurs. C’est ainsi que nous avons identifié des régulateurs épigénétiques que nous caractérisons à présent de façon approfondie (projet ANR « EPISYM »).

Nous avons utilisé une approche similaire MDL-RNAseq pour analyser la réponse de l’épiderme racinaire aux facteurs Nod, qui implique un certain nombre de gènes également exprimés au cours du développement nodulaire, appartenant par exemple à la voie de signalisation des cytokinines impliquant le récepteur MtCRE1 (Jardinaud et al., 2016). En support à ces analyses pangénomiques, nous avons contribué à compléter la séquence génomique de M. truncatula (Roux et al., 2014; données non publiées) et participé en tant que biologistes à la base de connaissances LEGoo développée par la plate-forme bioinformatique du LIPM sous responsabilité de J. Gouzy.

Plusieurs des régulateurs transcriptionnels que nous avons identifiés par transcriptome ont pu être démontrés comme jouant des rôles importants pour le développement nodulaire, parmi lesquels NF-YA1 (voir thème de recherche correspondant, animé par A. Niebel), MtbHLH1 (Godiard et al., 2011) et EFD (Ethylene Response Factor involved in nodule Differentiation; Vernié et al., 2008). De façon intrigante, EFD est en outre un facteur positif du flétrissement bactérien causé chez M. truncatula par le pathogène bactérien Ralstonia solanacearum, qui induit EFD via la voie de signalisation des cytokinines MtCRE1 dépendante (Moreau, Fromentin et al., 2014). Nous poursuivons la caractérisation de EFD pour mieux comprendre son mode d’action et son évolution au sein de la grande famille des ERF végétaux.

Responsable du projet : P. Gamas (DR CNRS)

Membres de l’équipe directement impliqués : Carine Satgé (doctorante), Sandra Moreau (IE CNRS), Marie-Françoise Jardinaud (MC ENSAT), P. Gamas

Collaborations : LIPM bioinformatics platform, FR AIB imagery platform, LIPM symbiosis teams; M. Crespi’s, F. Frugier’s, M. Benhamed’s and A. Bendhamane’s teams (IPS2, Orsay); J. Burstin and K. Gallardo (INRA Dijon); M. Lepetit (INRA Montpellier); J. Buitink (INRA Angers); B. Schmitz (University of Georgia, USA).

Financement du projet : ANR SYMbiMICS (2009-2012; coordinateur: P. Gamas); ANR Genopea (2010-2013; coordinateur J. Burstin, Agroécologie INRA Dijon); EPINOD project (2015-2016; INRA SPE and Labex TULIP; coordinateur: P. Gamas); ANR EPISYM (2016-2020; coordinateur: M. Crespi, IPS2, Orsay).